CRISPR/Cas9 유전자 편집 기술과 돼지에서 응용

조광근,박서영 경상대학교 농업생명과학연구원 2021 농업생명과학연구 Vol.55 No.4

새롭게 부상하는 CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas (CRISPR-associated protein) 9 유전자 편집 기술은 장기 이식(organ transplantation)과 같은 생의학 연구(biomedical research)와 동물 산업에 대한 전통적인 접근 방식을 빠르게 변화시키고 있다. 돼지 생식 및 호흡기 증후군 바이러스(porcine reproductive and respiratory syndrome virus; PRRSV)와 전염성 위장염 바이러스 (transmissible gastroenteritis coronavirus; TGEV)는 돼지 산업에 막대한 경제적 손실을 초래하는 치명적인 바이러스이다. 바이러스의 숙주 수용체 단백질 CD163과 pAPN에 대한 이중 유전자 녹아웃(double knock-out; DKO) 돼지는 PRRSV와 TEGV에 내성을 나타내었으며, 정상(wild-type; WT) 돼지와 비교할 때 성장과 생식 특성의 차이가 없었다. 이러한 결과는 경제 동물 돼지에 CRISPR-Cas9 매개 유전자 편집 기술을 적용하여 바이러스 저항성 유전자 변형에 의한 품종 개량이 달성될 수 있다는 것을 보여주며, 질병 저항성 돼지 생산을 위한 육종 시작점을 제공한다. 종간 배반포 보완(interspecies blastocyst complementation)은 이종 만능 줄기세포 유도체(xenogenic pluripotent stem cell derivatives)의 장기 특이적 생산(organ-specific enrichment)을 가능하게 한다. CRISPR-Cas9 매개 접합자 유전자 편집(CRISPR-Cas9-mediated zygote gene editing)을 이용하여 췌장 생성(pancreatogenesis), 신장 생성(nephrogenesis), 간 생성(hepatogenesis) 및 혈관 생성(vasculogenesis)이 불가능 생쥐 숙주를 만들었으며, 이러한 숙주와 배반포 보완 플랫폼을 결합하여 키메라를 만들었다. 또한 돼지와 소 같은 유제류(ungulate)의 섬유아세포(fibroblasts)를 이용하여 CRISPR-Cas9 매개 유전자 편집과 체세포 핵 치환(somatic cell nuclear transfer) 과정을 거쳐 복제 배아(genome-edited cloned embryos) 를 생산하였다. 복제 배아의 1차 배양 섬유아세포(primary cultured fibroblasts)를 재복제하여 배반포 보완을 위한 숙주 배아로 이용하였다. CRISPR-Cas9 유전자 편집 기술과 종간 배반포 보완 플랫폼 전략의 조합은 유전자 변형 돼지를 생산하는 데 유용하다. 본 논문에서는 CRISPR/Cas9 유전자 편집 기술과 배반포 보완 플랫폼, 질병 저항성(disease resistance) 돼지, 이종장기이식(xenotransplantation) 목적의 키메라 생산을 소개하고자 한다. The emerging CRISPR (clustered regularly interspaced short palindromic repeats)/Cas (CRISPR-associated protein) 9 gene editing technology is rapidly changing the traditional approach to biomedical research and animal industry such as organ transplantation. Porcine reproductive and respiratory syndrome virus (PRRSV) and infectious gastroenteritis virus (TGEV) are lethal viruses that cause major economic losses to pig production. The double gene knockout (DKO) pigs against these viral receptor proteins CD163 and pAPN showed resistance to PRRSV and TEGV, and there were no differences in meat production and reproductive performance traits compared to wild-type (WT) pigs. These results show that breeding by viral resistance genetic modification can be achieved by applying CRISPR-Cas9 mediated gene editing technology to economic animal pigs, providing a breeding starting point for the production of disease-resistant pigs. Interspecies blastocyst complementation enables organ-specific enrichment of xenogenic pluripotent stem cell derivatives. CRISPR-Cas9-mediated zygote gene editing was used to create a mouse host incapable of pancreatogenesis, nephrogenesis, hepatogenesis and vasculogenesis. Chimera was created by combining this host with a blastocyst complementation platform. In addition, using fibroblasts from ungulates such as pigs and cows, genome-edited cloned embryos were produced. Primary cultured fibroblasts were used for generating cloned embryos as the host embryos for blastocyst complementation. The combination of CRISPR/Cas9 gene editing technology and an interspecies blastocyst complementation platform strategy is particularly useful for generating genetically modified pigs. Therefore, this review paper introduces CRISPR/Cas9 gene editing technology, interspecies blastocyst complementation platform, disease resistance pigs, and human-pig chimera production for xenotransplantation purposes.

v-Crk Induces Rac-dependent Membrane Ruffling and Cell Migration in CAS-deficient Embryonic Fibroblasts

Sung, Bong hwan,Yeo, Myoung gu,Oh, Hye jin,Song, Woo keun Korean Society for Molecular Biology 2008 Molecules and cells Vol.25 No.1

Crk-associated substrate (CAS) is a focal adhesion protein that is involved in integrin signaling and cell migration. CAS deficiency reduces the migration and spreading of cells, both of which are processes mediated by Rac activation. We examined the functions of v-Crk, the oncogene product of the CT10 virus p47gag-crk, which affects cell migration and spreading, membrane ruffling, and Rac activation in CAS-deficient mouse embryonic fibroblasts (CAS-/- MEFs). CAS-/- MEFs showed less spreading than did CAS+/+ MEFs, but spreading was recovered in mutant cells that expressed v-Crk (CAS-/-v-Crk MEF). We observed that the reduction in spreading was linked to the formation of membrane ruffles, which were accompanied by Rac activation. In CAS-/- MEFs, Rac activity was significantly reduced, and Rac was not localized to the membrane. In contrast, Rac was active and localized to the membrane in CAS-/-v-Crk MEFs. Lamellipodia protrusion and ruffle retraction velocities were both reduced in CAS-/- MEFs, but not in CAS-/-v-Crk MEFs. We also found that microinjection of anti-gag antibodies inhibited the migration of CAS-/-v-Crk MEFs. These findings indicate that v-Crk controls cell migration and membrane dynamics by activating Rac in CAS-deficient MEFs.

$CaS_{1-x}Se_x:Eu$ 형광체의 발광 특성

유은경,허영덕,Ryu, Eun-Kyoung,Huh, Young-Duk 한국결정성장학회 2007 韓國結晶成長學會誌 Vol.17 No.5

We synthesized a series of $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ red-emitting phosphors for application in phosphor-converted three-band white light emitting diode(LED). The photoluminescence and structural properties of $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ were examined. The $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ phosphors have a strong absorption at 455 nm, which is the emission wavelength of a blue LED. CaS:Eu has a red omission peak at 651 nm due to the $4f^65d^1(T_{2g}){\rightarrow}4f^7(^8S_{7/2})$ transition of the $Eu^{2+}$. The emission peak of $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ is shifted from 651 to 598 nm with increasing Se content. $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ can be used as wavelength-tunable red-emitting phosphors pumped by a blue LED. We also fabricated a three-band white LED by doping $SrGa_2S_4:Eu$ and $CaS_{0.50}Se_{0.50}:Eu$ phosphors onto a blue LED chip. 형광체-변환 3파장 백색 발광 다이오드(LED)의 응용을 위하여 일련의 $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ 형광체를 합성하였다. $CaS_{1-x}Se_x:Eu$의 구조와 발광 특성을 조사하였다. $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ 형광체는 청색 발광 다이오드의 발광 파장인 455nm에서 강한 흡수가 있다. $Eu^{2+}$의 $4f^65d^1(T_{2g}){\rightarrow}4f^7(^8S_{7/2})$ 전이 때문에 CaS:Eu는 651nm에서 적색 발광 봉우리를 가지고 있다. $CaS_{1-x}Se_x:Eu$의 발광 봉우리는 Se이 증가함에 따라서 651nm에서 598nm으로 이동이 된다. $CaS_{1-x}Se_x:Eu$ 형광체는 청색 LED로 여기하면 가변 파장의 적색 발광을 하는 형광체로 사용될 수 있다. $SrGa_2S_4:Eu$와 $CaS_{0.50}Se_{0.50}:Eu$ 형광체를 청색 발광 다이오드에 도포하여 백색 발광 다이오드를 제작하였다.

Harnessing CRISPR-Cas adaptation for RNA recording and beyond

Gyeong-Seok Oh,Seongjin An,Sungchul Kim 생화학분자생물학회 2024 BMB Reports Vol.57 No.1

Prokaryotes encode clustered regularly interspaced short palindromicrepeat (CRISPR) arrays and CRISPR-associated (Cas) genesas an adaptive immune machinery. CRISPR-Cas systems effectivelyprotect hosts from the invasion of foreign enemies,such as bacteriophages and plasmids. During a process called‘adaptation’, non-self-nucleic acid fragments are acquired asspacers between repeats in the host CRISPR array, to establishimmunological memory. The highly conserved Cas1-Cas2complexes function as molecular recorders to integrate spacersin a time course manner, which can subsequently be expressedas crRNAs complexed with Cas effector proteins for the RNAguidedinterference pathways. In some of the RNA-targetingtype III systems, Cas1 proteins are fused with reverse transcriptase(RT), indicating that RT-Cas1-Cas2 complexes canacquire RNA transcripts for spacer acquisition. In this review,we summarize current studies that focus on the molecularstructure and function of the RT-fused Cas1-Cas2 integrase,and its potential applications as a directional RNA-recordingtool in cells. Furthermore, we highlight outstanding questionsfor RT-Cas1-Cas2 studies and future directions for RNA-recordingCRISPR technologies.

식물 유전체 편집을 위한 CRISPR/Cas9의 적용

이만보(Man Bo Lee),서용원(Yong Weon Seo) 고려대학교 생명자원연구소 2017 생명자원연구 Vol.25 No.-

초 록 최근 유전자 편집 기술을 Streptococcus pyogenes에서 유래한 CRISPR/Cas9 system이 주도하고 있다. 바이러스 침입에 대항하는 면역체계인 CRISPR/Cas9 system을 활용하여 목표 유전자에 돌연변이를 유발하거나 목표 유전자를 원하는 염기서열로 편집할 수 있다. CRISPR/Cas9 기술은 목표 유전자의 변화로 인한 생물학적 표현형 변화 연구에 적용되며 기능 유전학 연구에 핵심적인 역할을 할 수 있다. 나아가 인간 질병 modeling, 유전질환 치료, 신약 개발, 식물 바이오 매스 증대, 종자 생산량 증산 등 다양한 영역에서 활용 가능하다. CRISPR/Cas9 system의 CrRNA과 tracrRNA은 결합하여 sgRNA로서 역할을 하고 목표 유전자 특이성 및 Cas9 단백질의 인식에 관여한다. PAM 은 Cas9 단백질의 DNA 결합에 관여하는 필수적인 염기서열이며, 실험 설계 단계에서 sgRNA와 함께 고려되어야 한다. Cas9 단백질은 DNA에 double-strand break를 발생시켜 DNA 보수 기작을 유도한다. 목표 유전자는 DNA 보수 기작을 거치는 동안 돌연변이가 발생하거나 유전자가 편집된다. 식물은 인간의 주식, 치료제, 바이오 연료원 등을 제공하며 삶의 유지와 질적 향상에 밀접한 역할을 한다. 유전체에 임의 돌연변 이를 유발하는 기존의 화학적 물리적 돌연변이 유발 방법과 달리 CRISPR/Cas9 system은 식물 유전체 특정 위치에 돌연변이를 유발시킬 수있다. CRISPR/Cas9 system은 실제적으로 이미 개발된 Agrobacterium-mediated transformation과 particle bombardment 기술 등 식물 형질전환 기법을 통해 식물체에 적용 가능하다. 유전체 크기가 크고 반복 서열의 비중이 높은 일부 작물에서는 목표 유전자 특이성 확보가 어렵고 원하지 않는 유전자가 돌연변이 되는 off-target 발생 가능성이 높으나, 애기장대, 담배, 벼 등 모델 식물과 일부 작물에서 실제 적용 사례가 보고 되어 있다. CRISPR/Cas9 system은 실험이 단순하고 효율적이며 한 번에 여러 유전자에 적용 가능하고 비용이 저렴한 큰 장점을 가지고 있으며 식물을 포함한 동물, 심지어 인간에게도 적용 가능하다. CRISPR/Cas9 system을 활용한 유전체 편집 기술은 인간의 삶의 질 향상에 핵심적인 역할을 담당할 것으로 예측된다.

CRISPR/Cas9 시스템을 이용한 돼지 수정란에서의 cd163 발현 효율 분석

박미령(Mi-Ryung Park),이민국(Min Gook Lee),이보람(Bo Ram Lee),옥선아(Sun A Ock),변승준(Sung June Byun) 한국산학기술학회 2023 한국산학기술학회논문지 Vol.24 No.4

유전자 편집 돼지는 농업과 의료 분야에서 제공될 수 있어 폭넓게 각광 받고 있다. 최근 CRISPR/Cas9 시스템이 적용됨에 따라 genome editing이 효율적으로 향상되었다. 돼지 수정란 내 CRISPR/Cas9을 세포질내 미세주입으로 site specific mutations을 가능할 수 있게 하였다. 본 연구에서는 돼지 수정란 내 cd163 gRNA와 CRISPR/Cas9 components를 이용하여 도입한 후 그 효율성을 비교 분석하였다. CRISPR/Cas9 protein과 cd163 gRNA를 수정란 내 주입하여 발달율을 비교 분석한 결과 대조구 (90.6%)와 미세주입 그룹 (78.9% and 85.2%)에서 유의적 차이는 인정되지 않았다. 또한, 배반포 발달율을 비교 분석 한 결과 CRISPR/Cas9 protein과 cd163 gRNA 주입 그룹 (19.9% and 19.6%)로 대조구와 (21.5%) 유사하게 나타났다. 각각의 배반포를 이용하여 cd163 유전자의 targeted modification을 분석하였다. 그 결과 cd163(10+134) gRNA를 주입한 그룹의 경우(22.7%) cd163(10) 주입한 그룹보다(12.9%) 유의적으로 높은 효율을 나타내었다. 유전자 변형은 4bp deletion 일어난 것부터 72bp insertions 패턴까지 다양한 패턴으로 나타나는 것을 확인할 수 있었다. 이러한 결과를 바탕으로 CRISPR/Cas9 system을 돼지 수정란 내 미세주입 함으로써 유전자 편집 돼지 생산에 응용할 수 있을 것으로 사료된다. Gene editing (GE) in pig production can have a wide impact by increasing the availability of gene-edited pigs for agriculture and biomedicine. Recent applications of the clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPR)/ CRISPR-associated protein 9 (Cas9) system hold promise for improving the efficacy of gene editing. The cytoplasmic microinjection of the CRISPR/Cas9 system enables the induction of site-specific mutations in porcine zygotes. In this study, we examined the efficiency of the CRISPR/Cas9 protein and cluster of differentiation 163 (cd163) guide RNA (gRNA) components for introduction into zygotes by cytoplasmic microinjection. The cleavage rates of the CRISPR/Cas9 protein and cd163 gRNA injected groups (78.9% and 85.2%) were statistically similar to that of the control group (90.6%). Moreover, the blastocyst formation rates of the CRISPR/Cas9 protein and cd163 gRNA injected groups (19.9% and 19.6%) were also statistically similar to that of the control group (21.5%). When individual blastocysts were genotyped, we observed targeted modification of the genes in the subsequent blastocysts. In the samples of 10 ng/ul, each of the CRISPR/Cas9 protein and the cd163 (10+134) gRNA injected group (22.7%) was significantly higher (p<0.05) than that in the 10 ng/ul samples each of CRISPR/Cas9 protein and cd163(10) gRNA injected group (12.9%). Various types of indel mutations, including 4 bp deletion to 72 bp insertions, were detected in the mutant blastocysts. These results suggest that the CRISPR/Cas9 technology can be applied to produce gene-edited pigs by direct zygote injection.

TTA.KO-07.0079 XCAS 프로토콜 A.1의 CAS 서비스 분리를 통한 CAS Client 개인화 메커니즘

김영모(Young-Mo Kim),장은겸(Eun-Gyeom Jang),최용락(Yong-Rak Choi) 한국컴퓨터정보학회 2010 韓國컴퓨터情報學會論文誌 Vol.15 No.11

CAS Client 개인화는 CAS Client의 식별을 위해서 CAS Client에 CAS ID나 Key를 발급하는 것으로 CAS 운영을 위해 중요한 기술이다. TTA.KO-07.0079 XCAS에서 프로토콜 A.1은 XCAS Server에서 CAS Server로부터 전달 받은 CAS Client 개인화 데이터를 미리 저장해 놓고, XCAS HOST의 요청에 따라 개인화 데이터를 전송하여 CAS Client 개인화를 수행한다. 하지만, 이러한 방법은 CAS의 서비스 영역을 XCAS에서 수행하게 하여 XCAS Server에 CAS Client 이미지 관리와 네트워크 트래픽을 가중시키는 단점이 있다. 본 논문에서는 TTA XCAS A.1의 이러한 단점을 보완하기 위하여 XCAS Server에서 CAS의 서비스 영역을 분리하고, CAS Client 개인화를 CAS Server에서 이루어지게 하여 XCAS Server의 이미지관리 및 네트워크 트래픽을 분산시켰다. CAS Client personalization means to issue CAS ID or Key for CAS service, which is Core Technology for CAS operation. Protocol A.1 on TTA.KR-07.0079 XCAS, stores CAS Client personalization data from CAS server in XCAS server, and transmits the personalization data by request of XCAS HOST for CAS Client personalization. However, this may increase Network Traffic and CAS Client image management in XCAS server. In this thesis, to complement this, CAS Client personalization is executed on CAS Server by separating CAS service field. Therefore this can distribute Image management and Network Traffic of XCAS server.

Molecular insights into DNA interference by CRISPR-associated nuclease-helicase Cas3

Gong, Bei,Shin, Minsang,Sun, Jiali,Jung, Che-Hun,Bolt, Edward L.,van der Oost, John,Kim, Jeong-Sun National Academy of Sciences 2014 PROCEEDINGS OF THE NATIONAL ACADEMY OF SCIENCES OF Vol.111 No.46

<P><B>Significance</B></P><P>Bacteria can repel invader DNA and RNA molecules by using an adaptive immunity mechanism called clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPRs)-Cas. CRISPR loci in a host genome are a repository of DNA fragments obtained from previous encounters with an invader, which can be transcribed and activated into short RNA molecules (crRNA) with sequences complementary to invader DNA or RNA. In some CRISPR-Cas systems, crRNA is assembled into a targeting complex called “Cascade” that seeks invader DNA to form an R-loop that triggers recruitment of a nuclease-helicase, Cas3, to destroy invader DNA. In this study, we show atomic resolution structures of a full-length Cas3, revealing how Cas3 coordinates binding, ATP-dependent translocation, and nuclease digestion of invader DNA.</P><P>Mobile genetic elements in bacteria are neutralized by a system based on clustered regularly interspaced short palindromic repeats (CRISPRs) and CRISPR-associated (Cas) proteins. Type I CRISPR-Cas systems use a “Cascade” ribonucleoprotein complex to guide RNA specifically to complementary sequence in invader double-stranded DNA (dsDNA), a process called “interference.” After target recognition by Cascade, formation of an R-loop triggers recruitment of a Cas3 nuclease-helicase, completing the interference process by destroying the invader dsDNA. To elucidate the molecular mechanism of CRISPR interference, we analyzed crystal structures of Cas3 from the bacterium <I>Thermobaculum terrenum</I>, with and without a bound ATP analog. The structures reveal a histidine-aspartate (HD)-type nuclease domain fused to superfamily-2 (SF2) helicase domains and a distinct C-terminal domain. Binding of ATP analog at the interface of the SF2 helicase RecA-like domains rearranges a motif V with implications for the enzyme mechanism. The HD-nucleolytic site contains two metal ions that are positioned at the end of a proposed nucleic acid-binding tunnel running through the SF2 helicase structure. This structural alignment suggests a mechanism for 3′ to 5′ nucleolytic processing of the displaced strand of invader DNA that is coordinated with ATP-dependent 3′ to 5′ translocation of Cas3 along DNA. In agreement with biochemical studies, the presented Cas3 structures reveal important mechanistic details on the neutralization of genetic invaders by type I CRISPR-Cas systems.</P>

CaS 및 CaS:Eu2+ 결정의 광학적 특성

방태환,최성휴 한국물리학회 2014 새물리 Vol.64 No.9

An X-ray diffraction (XRD) analysis revealed that CaS and CaS:Eu2+ crystals had a cubic structure. The lattice constants of these samples were a = 5.6961 Å for the CaS crystals, and a = 5.6944 Å for the CaS:Eu2+ crystals. The direct and the indirect energy gaps were 5.510 and 5.501 eV for the CaS crystal and 3.401 and 3.041 eV for the CaS:Eu2+ crystal, respectively, at 293 K. The photoluminescence spectra were measured in the wavelength range of 250 nm ~ 950 nm at 293 K. A broad emission peak was observed near 508.2 nm for CaS. A high-intensity emission peak due to the Eu2+ ion was observed near 648.1 nm for CaS:Eu2+. This PL peak was attributed to radiative transitions between the split electron energy levels of the Eu2+ ions which occupy the O{h} symmetry sites of the CaS:Eu2+ crystal's host lattice. CaS 및 CaS:Eu (0.1 mol%) 결정을 성장하여 성장된 결정의 구조와 격자상수를 구하였다. 성장된 CaS 및 CaS:Eu결정의 결정구조는 입방체 구조이고 격자상수는 a{0} = 5.6961 Å, a{0} = 5.6944 Å 이었다. 이들 결정의 광흡수 스펙트럼은 측정시료의 온도를 293 K로 유지하고, 200 ~ 850 nm 파장영역에서 측정하였으며 기초 흡수단 영역에서 측정된 광흡수 스펙트럼으로부터 광학적 에너지 간격을 계산하였다. CaS 및 CaS:Eu 결정의 광발광 특성은 293 K 에서 250 nm ~ 950 nm 범위의 광 발광 스펙트럼을 측정하여 구하였다. 광 발광 스펙트럼으로부터 CaS 결정은 508.2 nm 영역에서 폭이 넓고 예리하지 않은 광 발광 피크가 관측되었으며, CaS:Eu 결정에서는 495.2 nm와 648.1 nm 영역에서 광발광 피크가 관측되었다. 648.1 nm 영역에서 관측된 광 발광 피크는 첨가한 Eu 불순물에 기인한 광 발광 피크로서 결정장 이론에 의하면, CaS 모체결정의 Ca에 대치하여 들어간 europium 불순물이 모체격자의 O{h} 대칭점에 Eu2+ 이온으로 위치하고 Eu2+ 이온의 분리된 에너지 준위간의 복사전이에 의한 피크로 해석된다.

Advances in CRISPR-Cas systems for RNA targeting, tracking and editing

Wang, Fei,Wang, Lianrong,Zou, Xuan,Duan, Suling,Li, Zhiqiang,Deng, Zixin,Luo, Jie,Lee, Sang Yup,Chen, Shi Elsevier 2019 BIOTECHNOLOGY ADVANCES Vol.37 No.5

<P><B>Abstract</B></P> <P>Clustered regularly interspaced short palindromic repeat (CRISPR)/CRISPR-associated protein (Cas) systems, especially type II (Cas9) systems, have been widely used in gene/genome targeting. Modifications of Cas9 enable these systems to become platforms for precise DNA manipulations. However, the utilization of CRISPR-Cas systems in RNA targeting remains preliminary. The discovery of type VI CRISPR-Cas systems (Cas13) shed light on RNA-guided RNA targeting. Cas13d, the smallest Cas13 protein, with a length of only ~930 amino acids, is a promising platform for RNA targeting compatible with viral delivery systems. Much effort has also been made to develop Cas9, Cas13a and Cas13b applications for RNA-guided RNA targeting. The discovery of new RNA-targeting CRISPR-Cas systems as well as the development of RNA-targeting platforms with Cas9 and Cas13 will promote RNA-targeting technology substantially. Here, we review new advances in RNA-targeting CRISPR-Cas systems as well as advances in applications of these systems in RNA targeting, tracking and editing. We also compare these Cas protein-based technologies with traditional technologies for RNA targeting, tracking and editing. Finally, we discuss remaining questions and prospects for the future.</P> <P><B>Highlights</B></P> <P> <UL> <LI> RNA targeting and editing are becoming increasingly important </LI> <LI> CRISPR-Cas systems are advancing for RNA targeting, tracking and editing </LI> <LI> The type VI CRISPR-Cas systems are useful for RNA-guided RNA targeting </LI> <LI> Use of Cas9 and Cas13 will advance RNA-targeting technologies </LI> </UL> </P>