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국문 초록 (Abstract)

해면동물 Coscinoderma. sp. 시료를 methylene chloride와 methanol로 추출하여 조추출물을 얻었으며 이 조추출물을 용매 극성도에 따라 분획하여 4가지 용매분획층들인 n-hexane, 85% aqueous methanol (85% aq.MeOH), n-butanol (n-BuOH), water 분획층을 얻었다. 이렇게 얻어진 조추출물과 용매분획층에 대한 항산화활성, 암세포 증식억제 활성, 그리고 항염증활성을 검색하였다.
항산화활성 검색은 DPPH radical, peroxynitrite (ONOO-), 그리고 세포내 ROS (reactive oxygen species)에 대한 소거효과와 ferric ion에 대한 환원력을 측정하였다. 전반적으로 85% aq.MeOH과 n-BuOH 분획층에서 유의한 항산화효과가 관측되었다. DPPH radical 소거활성은 85% aq.MeOH과 n-BuOH 분획층이 유의적인 소거효과를 보여주었으나 n-BuOH 분획층이 좀 더 높은 소거효과를 나타내었다. Peroxynitrite에 대해서도 85% aq.MeOH과 n-BuOH 분획층이 높은 소거효과를 보여 주었다 하지만 ferric ion에 대한 환원력 측정에 있어서는 85% aq.MeOH과 n-BuOH 분획층이 농도의존적인 환원력을 나타내었으나 효과가 뛰어나지는 못하였다. HT-1080 세포내에 생성된 ROS의 소거활성실험에서는 water층을 제외한 모든 용매분획층들이 높은 소거능을 보여주었으나 그 중에서 n-BuOH 분획층이 가장 좋은 소거능을 나타내었다. 이 뿐만 아니라 lipopolysaccharide (LPS)로 자극된 Raw 264.7 cells에서 생성되는 nitric oxide (NO․)에 대해서도 모든 용매분획들이 농도의존적으로 억제효과를 나타내었으나 그 중에서 n-BuOH 분획층이 가장 좋은 NO 생성억제 효과를 나타내었다. 또한 염증매개인자들인 iNOS, COX-2, IL-1β, IL-6, TNF-α의 mRNA 발현측정에서 85% aq.MeOH과 n-BuOH 분획층이 좋은 발현 억제효과를 나타내었다. 인체 암세포들에 대한 증식억제실험에서 모든 용매분획들이 모든 암세포들(HT-1080, AGS, HT-29 및 MCF-7)에 대해 농도의존적인 증식억제효과를 나타내었으나 그 효과는 높지 않았으며 n-BuOH 분획층이 상대적으로 비교적 좋은 효과를 나타내었다.
생리활성 스크리닝 결과가 가장 좋은 n-BuOH 분획층으로부터 sesterterpene 유도체인 Halisulfate 1 (1)과 3개의 nucleoside인 2’-Deoxyadenosine (7), 2’-Deoxyuridine (8), Thymidine (9)을 분리하였으며 85% aq.MeOH 분획층에서는 sesterterpene 유도체인 Halisulfate 2 (2)를 분리하였다. 또 n-hexane 분획층으로부터는 epidioxysteroide 유도체들인 (24S)-5,8-epidioxy-24-methylcholest- 6-en-3β-ol (3), 5α,8α-epidioxycholesta-6,22-dien-3β-o1 (4), 5α,8α- epidioxy- cholesta-6-en-3β-o1 (5)그리고 5α,8α-epidioxy-24- methylcholest -6,9(11)- dien-3β-ol (6)이 분리되었다.
분리된 화합물들(1-9)에 대한 항산화, 항염증, 암세포 증식억제 활성을 측정하였으며 halisulfates 1 (1)과 2 (2)가 비교적 좋은 항산화 활성을 나타내었다. 하지만 항염증이나 암세포 증식억제에 있어서는 농도의존적인 억제효과는 관측되었지만 주목할만한 유의적인 활성을 보여주지는 못하였다.

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해면동물 Coscinoderma. sp. 시료를 methylene chloride와 methanol로 추출하여 조추출물을 얻었으며 이 조추출물을 용매 극성도에 따라 분획하여 4가지 용매분획층들인 n-hexane, 85% aqueous methanol (85% aq.MeOH)...

목차 (Table of Contents)

1. Introduction 3
2. Materials and Methods 7
2.1. Materials 7
2.2. General experimental procedures 8

1. Introduction 3
2. Materials and Methods 7
2.1. Materials 7
2.2. General experimental procedures 8
2.3. Extraction and fractionation, and isolation 9
2.4. Antioxidant activity 16
2.4.1. DPPH radical scavenging activity 16
2.4.2. Peroxynitrite scavenging activity 19
2.4.3. Ferric reducing antioxidant power (FRAP) assay 22
2.4.4. Cell culture and measurement of cell viability by MTT assay 22
2.4.5. Determination of intracellular formation of reactive oxygen species (ROS) using DCFH-DA labelling 23
2.5. Antiproliferative activity assay against human cancer cells 26
2.5.1. Cell cultures and inhibition of cancer cell proliferation 26
2.6. Anti-inflammatory activity assay 27
2.6.1. Cell culture and determination of nitric oxide (NO) production 27
2.6.2 Reverse transcription-polymerase chain reaction (RT-PCR) 29
2.7. Statistical analysis 29
3. Results and discussion 31
3.1. Isolation and structure determination of compounds 31
3.2. Antioxidant effects of crude extract and its solvent fractions 42
3.2.1. DPPH radical scavenging activity 42
3.2.2. Peroxynitrite scavenging activity 44
3.2.3. Ferric reducing antioxidant power (FRAP) assay 46
3.2.4. Intracellular ROS scavenging activity in HT-1080 cells 48
3.2.4.1. Assessment of cell viability by crude extract and its solvent fractions in HT-1080 cells 48
3.2.4.2. Determination of intracellular formation of ROS using DCFH-DA labeling 49
3.3. Antiproliferation effects of crude extract and its solvent fractions on human cancer cells 52
3.3.1. Antiproliferation effect against the growth of HT-1080 cells 52
3.3.2. Antiproliferation effect against the growth of AGS cells 52
3.3.3. Antiproliferation effect against the growth of HT-29 cells 52
3.3.4. Antiproliferation effect against the growth of MCF-7 cells 53
3.4. Anti-inframmatory effects of crude extract and its solvent fractions 56
3.4.1. Measurement of cell viability by crude extract and its solvent fractions in Raw 264.7 cells 56
3.4.2. Determination of nitric oxide (NO) production 58
3.4.3. Reverse transcription-polymerase chain reaction (RT-PCR) 60
3.5. Antioxidant effects of compounds 1-9 63
3.5.1. DPPH radical scavenging activity 63
3.5.2. Peroxynitrite scavenging activity 65
3.5.3. Ferric reducing antioxidant power (FRAP) assay 68
3.5.4. Antioxidant effects of compounds 1-9 intracellular 70
3.5.4.1. Measurement of cell viability by compounds 1-9 in HT-1080 cells 70
3.5.4.2. Determination of intracellular formation of ROS using DCFH-DA labeling 72
3.6. Antiproliferative effects of compounds 1-9 76
3.6.1. Antiproliferative effect against the growth of HT-1080 cells 76
3.6.2. Antiproliferative effect against the growth of AGS cells 76
3.6.3. Antiproliferative effect against the growth of HT-29 cells 77
3.6.4. Antiproliferative effect against the growth of MCF-7 cells 77
3.7. Antiinframmatory effects of compounds 1-9 82
3.7.1. Measurement of cell viability by compounds 1-9 in Raw 264.7 cells 82
3.7.2. Determination of nitric oxide (NO) production 84
4. Conclusion 86
Reference 88
Appendix 91

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An exploratory study on bioactive constituents from the sponge Coscinoderma sp. = 해면동물 Coscinoderma sp.로부터 생리활성 성분의 탐색

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